Revista Veterinaria. 2026; 37(1)
https://doi.org/10.30972/vet.3719105
Revisión bibliográfica
Romero-Monteleone, S.I.1
Navarro-Krilich, L.M.1
Yostar, E.J.1
Dellavalle, F.A.1,2
Capellari, A. 1
Ynsaurralde-Rivolta, A.E. 2
1Cátedra de Producción Bovina, Facultad de Ciencias Veterinarias - Universidad Nacional del Nordeste, Corrientes, Argentina.
2Instituto Nacional de Tecnología Agropecuaria (INTA), Estación Experimental Agropecuaria Mercedes, Corrientes, Argentina.
sabrina.romeromonteleone@vet.unne.edu.ar
Recibido: 14 octubre 2025 / Aceptado: 10 enero 2026
Resumen
La producción in vitro (PIV) de embriones bovinos se ha consolidado como la biotecnología reproductiva más difundida a nivel global. Dentro de este sistema, la maduración in vitro (MIV) de ovocitos constituye un punto crítico, ya que durante este proceso ocurren transformaciones nucleares, citoplasmáticas y del cúmulo que determinan la competencia para la fecundación y el desarrollo embrionario. La MIV es altamente sensible a factores ambientales como el tiempo de cultivo, la temperatura, el pH, la concentración de oxígeno, la exposición a la luz, los cuales pueden inducir estrés oxidativo y comprometer la viabilidad celular. La sobreproducción de especies reactivas de oxígeno daña estructuras esenciales como el ADN, las proteínas y las mitocondrias, afectando la maduración y el posterior desarrollo del embrión. Estudios recientes evidencian que el cultivo prolongado y las fluctuaciones térmicas generan una memoria molecular que reduce la competencia ovocitaria, aun en condiciones posteriores normales. Frente a estas limitaciones, se han propuesto diversas estrategias. La suplementación con antioxidantes como cisteamina, L-cisteína, melatonina, epigalocatequina, resveratrol, vitamina C y ácidos grasos omega-3 ha mostrado efectos positivos en la maduración y en la reducción del daño oxidativo, aunque con resultados variables. Más recientemente, el ácido fólico ha cobrado relevancia por sus efectos antioxidantes y epigenéticos, al inhibir la ferroptosis y mejorar la competencia ovocitaria. En conclusión, la optimización de la MIV requiere integrar el control de factores ambientales con estrategias antioxidantes y moleculares adaptadas a cada laboratorio, a fin de preservar la calidad ovocitaria y maximizar el potencial de desarrollo embrionario.
Palabras clave: competencia ovocitaria, cultivo in vitro.
Abstract.
In vitro production (IVP) of bovine embryos has become the most widely used reproductive biotechnologies worldwide. Within this system, in vitro maturation (IVM) of oocytes is a critical step, as it involves nuclear, cytoplasmic, and cumulus cell transformations that determine oocyte competence for fertilization and subsequent embryonic development. IVM is highly sensitive to environmental factors such as temperature, pH, oxygen concentration, light exposure, and culture duration, which may induce oxidative stress and compromise cell viability. Excessive production of reactive oxygen species (ROS) damages key cellular structures, including DNA, proteins, and mitochondria, thereby impairing oocyte maturation and embryonic development. Recent studies indicate that prolonged culture and thermal fluctuations can generate a "molecular memory" that reduces oocyte competence, even under otherwise normal conditions. Several strategies have been proposed to overcome these limitations. Supplementation with antioxidants such as cysteamine, L-cysteine, melatonin, epigallocatechin, resveratrol, vitamin C, and omega-3 fatty acids has shown beneficial effects on oocyte maturation and the reduction of oxidative damage, although with variable outcomes. More recently, folic acid has gained attention due to its antioxidant and epigenetic properties, particularly through the inhibition of ferroptosis and the enhancement of oocyte competence. In conclusion, optimizing IVM requires integrating strict control of environmental conditions with targeted antioxidant and molecular strategies tailored to each laboratory to preserve oocyte quality and maximize embryonic developmental potential.
Key words: oocyte competence, in vitro culture.
La producción in vitro (PIV) de embriones bovinos ha transformado la reproducción animal, consolidándose como la técnica predominante a nivel global. Según el último reporte de la International Embryo Technology Society (Viana 2024), en 2023 se produjeron 1,87 millones de embriones bovinos in vitro, superando en cinco veces a los derivados de técnicas de producción de embriones in vivo (371.138 embriones). Este crecimiento (del 15,8% respecto a 2022) refleja su adopción masiva en regiones como Sudamérica (643.004 embriones PIV) y Norteamérica (1,09 millones), donde la eficiencia reproductiva es prioritaria (Viana 2024). Sin embargo, este éxito contrasta con desafíos persistentes: sólo el 42,1% de los embriones PIV fueron transferidos (vs. 58,9% de los in vivo), y la tasa de gestación sigue siendo inferior a la deseada (Viana 2024).
Estas limitaciones, en parte se deben a que la técnica de PIV de embriones es sensible a diferentes factores inherentes tanto a la calidad de las gametas como a los pasos que la integran (Bahrami y Cottee 2022). Sin lugar a dudas la maduración in vitro (MIV) es un punto crítico dentro del sistema y es crucial para el éxito de la biotecnología (Adona et al. 2016, Lee et al. 2016, Hatırnaz et al. 2018, Zhang et al. 2018, Richani et al. 2021) ya que durante esta etapa los ovocitos alcanzan la competencia para lograr una correcta fecundación y un desarrollo embrionario exitoso (Hardy et al. 2000, Hussein et al. 2006, Rimon-Dahari et al. 2016, Conti y Franciosi 2018, Lodde et al. 2021).
En este contexto, mejorar la eficiencia de la MIV en los mamíferos continúa siendo un desafío para la industria ganadera (Hardy et al. 2000, Lonergan y Fair 2016). Si bien se ha avanzado en el desarrollo de diversos protocolos de MIV y pre-MIV, factores críticos como condiciones subóptimas pueden generar alteraciones en el ovocito que comprometan el desarrollo embrionario posterior.
El objetivo de esta revisión es analizar el impacto de las condiciones de MIV sobre la competencia ovocitaria para producir blastocistos, así como describir la importante función de las sustancias antioxidantes agregadas a los medios de maduración con énfasis en estudios realizados en bovinos.
Durante la vida fetal los ovocitos ingresan en la meiosis y se detienen en la fase de diploteno de la profase I, conocida como etapa de vesícula germinal hasta el reinicio durante la maduración (Fair et al. 1995).
En condiciones in vivo, la meiosis se reanuda luego del pico preovulatorio de la hormona luteinizante (LH). Esto induce la caída de la concentración adenosín monofosfato cíclico, activa la fosforilación de proteínas específicas como el factor promotor de la mitosis que reinician el ciclo celular (Dekel 2005, Rimon-Dahari et al. 2016, Taugourdeau et al. 2019). Por otra parte, en condiciones in vitro esto se logra mediante la suplementación del medio de MIV con la hormona folículo-estimulante (FSH) (Xiao et al. 2014, Richani y Gilchrist 2018). La FSH in vitro parece actuar tanto para su propia función como para la de la LH in vivo (Sirard et al. 2007).
Durante el proceso de maduración se evidencian cambios en tres estructuras principales, el núcleo, el citoplasma y el cumulus. En el núcleo se observa la evolución desde la Profase I hasta la Metafase II, en el cual el contenido genético se reduce a haploide (1n) (Cooper 2000, Voronina y Wessel 2003) debido a la extrusión del primer corpúsculo polar (1° CP) (Cavalera et al. 2019).
Durante la maduración citoplasmática ocurren la transcripción de ARN, síntesis de proteínas, reorganización de diversos orgánulos celulares como la dispersión de las mitocondrias -fundamentales para el abastecimiento energético durante este proceso-, la fragmentación del aparato de Golgi y del retículo endoplásmico, y migración de los gránulos corticales (Watson 2007, Mao et al. 2014, Morimoto et al. 2017). Dentro de las proteínas sintetizadas en este periodo se encuentran aquellas involucradas en el ciclo celular que aseguran la correcta finalización de la meiosis y primeros ciclos de mitosis durante la vida embrionaria temprana (Watson 2007). La calidad de esta maduración citoplasmática condiciona el potencial de desarrollo del embrión (Grøndahl 2008, Lodde et al. 2021).
Finalmente, en las células del cumulus se observa la desconexión de las uniones intercelulares y de las Gap Junctions, acompañada de la liberación de ácido hialurónico al exterior (Gilchrist et al. 2004, Uyar et al. 2013, Abedini Najafabadi 2015). Este cambio es denominado, expansión del cumulus y facilita el paso de los espermatozoides aumentando la probabilidad de fertilización (Ploutarchou et al. 2015, Kahraman et al. 2018).
El potencial de desarrollo embrionario depende en gran medida de la calidad y el estado funcional del ovocito (Aguilar-Piña 2012, Lonergan y Fair 2016). Durante la MIV, diversos factores externos pueden comprometer la competencia ovocitaria y, en consecuencia, afectar negativamente la fecundación y el desarrollo embrionario. Entre ellos, se destacan la temperatura, el tiempo de transporte, la concentración de oxígeno, la exposición a la luz, el tipo de manipulación ovocitaria y otros parámetros fisicoquímicos del entorno in vitro (Hanada et al. 1986, First y Parrish 1987). Estos factores pueden inducir alteraciones en el metabolismo celular que comprometen la viabilidad del ovocito (Lin y Wang 2021, Keane y Ealy 2024).
En los apartados siguientes se desarrollan de forma específica los principales factores que afectan la maduración in vitro y se discuten sus consecuencias sobre la competencia ovocitaria y el desarrollo embrionario posterior.
Tiempo de maduración. Un tiempo inadecuado de maduración puede permitir la formación anormal de la cromatina (Dominko y First 1997), el envejecimiento del ovocito (Hunter y Greve 1997) y un desarrollo comprometido del mismo (Park et al. 2005). Diversos estudios describen una variación amplia en el tiempo requerido para completar la meiosis in vitro, variando desde las 16 hasta las 32 h (Chauhan y Anand 1991, Crozet et al. 1995, Taru et al. 1996, Landínez Aponte et al. 2010). No obstante, se ha comprobado que la MIV de ovocitos bovinos se completa de manera óptima en un intervalo cercano a las 22-24 h (Gilchrist et al. 2016, Sugimura et al. 2017, Soares et al. 2020).
Estudios más recientes confirman que periodos prolongados de MIV inducen alteraciones asociadas al envejecimiento ovocitario. Koyama et al. (2014) observaron que, aunque las tasas de fertilización fueron similares, ovocitos cultivados 30-34 h mostraron menor desarrollo a blastocisto y mayores cambios bioenergéticos vinculados al estrés oxidativo. De forma complementaria, Soares et al. (2020) reportaron que tras 30 h de MIV los ovocitos presentan incremento de peróxido de hidrógeno y alteraciones mitocondriales comparables a las observadas en el envejecimiento in vivo, lo que confirma que la duración del cultivo es un factor crítico para preservar la calidad ovocitaria y la competencia de desarrollo embrionario.
Temperatura. En los sistemas de PIV, la temperatura constituye un factor crítico tanto antes como durante la MIV. En el caso de ovarios bovinos provenientes de matadero, el transporte hasta el laboratorio representa una etapa particularmente sensible a la temperatura de almacenamiento, lo que condiciona la viabilidad folicular y la competencia de los ovocitos (Barberino et al. 2019). Se ha demostrado que el almacenamiento de ovarios a temperaturas moderadas o reducidas puede atenuar el estrés isquémico y metabólico asociado a la extracción. Wang et al. (2011) observaron que el transporte ovárico durante 3-4 h a 15 °C preservó una mayor proporción de ovocitos de buena calidad, aumentó las tasas de maduración a metafase II y redujo los índices de apoptosis, en comparación con temperaturas más elevadas (25-35 °C). De forma complementaria, Matsushita et al. (2004) demostraron que el almacenamiento de ovarios bovinos a 10 °C durante 24 h no comprometió la maduración ovocitaria ni el desarrollo embrionario hasta blastocisto tras fertilización in vitro.
En contextos de aspiración folicular (OPU), los ovocitos recuperados deben ser mantenidos bajo condiciones térmicas controladas hasta el inicio de la MIV. Pascottini et al. (2018) reportaron que ovocitos bovinos inmaduros pueden mantenerse en un medio comercial a temperatura ambiente (22-25 °C) hasta 10 h sin comprometer las tasas de maduración ni la producción de blastocistos. En contraste, la retención a 38,5 °C durante 6 h, y a 4 °C durante 10 h o la prolongación del tiempo de retención a 14 h a temperatura ambiente redujeron significativamente las tasas de maduración y/o de desarrollo embrionario. El control estricto de la temperatura antes de la MIV, tanto para transporte ovárico como de ovocitos tras OPU, es fundamental para preservar la calidad ovocitaria.
En continuidad con lo anterior, la temperatura durante el proceso de MIV de ovocitos bovinos actúa como un factor determinante de su competencia, con efectos críticos que se manifiestan en múltiples niveles celulares. Estudios claves demostraron que incluso fluctuaciones aparentemente menores (del orden de 1-2 °C por encima o por debajo del rango óptimo fisiológico 38,5-37 °C) alteran irreversiblemente procesos claves: desde la despolimerización de microtúbulos del huso meiótico (Aman y Parks 1994, Payton et al. 2004) hasta la redistribución anormal de orgánulos citoplasmáticos como gránulos corticales y mitocondrias (Edwards et al. 2005, Sakatani 2017, Naranjo-Gómez et al. 2021). Estas alteraciones estructurales se traducen en fallos funcionales, evidenciados por tasas reducidas de fecundación y un descenso del 30-50% en la producción de blastocistos cuando los ovocitos se exponen a ≥41 °C durante 6-12 horas (Silva et al. 2013, Camargo et al. 2019, Stamperna et al. 2020). Curiosamente, el daño térmico persiste incluso cuando el desarrollo embrionario posterior ocurre en condiciones normales, sugiriendo que la MIV establece una "memoria molecular" vulnerable al estrés (Hansen 2007, Camargo et al. 2019, Stamperna et al. 2021).
A nivel molecular, el calor afecta simultáneamente a ovocitos y células del cúmulo. Por un lado, induce estrés oxidativo mediante la acumulación de especies reactivas del oxígeno (ROS) que dañan el ADN y activan vías apoptóticas (Roth y Hansen 2004, Ju et al. 2005); por otro, altera la expresión génica en ambos tipos celulares, comprometiendo su comunicación metabólica (Luciano et al. 2005, Rispoli et al. 2013, Campen et al. 2018).
Ticianelli et al. (2017) observaron que la exposición de los complejos ovocito-cumulus (COCs) al calor provoca fragmentación del ADN en las células del cumulus. Latorraca et al. (2020) reportaron que uno de los mecanismos celulares activados por el estrés térmico en los ovocitos es la autofagia. Por su parte, Campen et al. (2018) encontraron que la comunicación de las Gap Junctions, se redujo significativamente a 41,0 y 42,0 °C, acompañándose de cromatina en etapas más avanzadas y menor actividad de proteína quinasa activada por AMP (AMPK). Además, se detectó un aumento en la producción de progesterona durante las primeras horas de MIV a altas temperaturas, lo que sugiere que la alteración en las funciones de las células del cumulus contribuye a acelerar la meiosis ovocitaria.
Intervenciones como el uso de gradientes térmicos controlados (38,5 °C - 37 °C) han demostrado mitigar parcialmente estos efectos, mejorando hasta un 20% la formación de mórulas (Shi et al. 1998), lo que subraya la delicada homeostasis térmica requerida durante la MIV.
Por otra parte, los ovocitos bovinos son particularmente sensibles al enfriamiento (Martino et al. 1996). El daño celular aumenta a medida que la temperatura disminuye, y por debajo de los 10 °C los ovocitos no sobreviven más de 0,1 minutos. Parte de este daño se asocia a alteraciones en el huso meiótico, cuya integridad es crucial para la maduración. Wu et al. (1999) observaron que el enfriamiento de ovocitos en etapa de vesícula germinal a 4 °C o menos durante solo 10 minutos redujo significativamente la formación de husos normales y las tasas de segmentación posterior. De forma coincidente, otros autores también han reportado que los ovocitos bovinos muestran una alta sensibilidad a bajas temperaturas (Martino et al. 1996, Maya-Soriano et al. 2013).
Importancia del pH en la MIV. La alteración del pH influye en la homeostasis intracelular, afectando procesos clave como la síntesis de proteínas, la función mitocondrial, el metabolismo celular y la remodelación del citoesqueleto. En condiciones in vitro, las fluctuaciones del pH del medio de cultivo impactan negativamente en la motilidad espermática, la maduración de los ovocitos y el desarrollo embrionario (Will et al. 2011). El pH también modifica los elementos del citoesqueleto de actina (Squirrell et al. 2001), siendo éste esencial para el posicionamiento del huso meiótico en el ovocito (Zhu et al. 2003, Lénárt et al. 2005). Una concentración moderada y estable de dióxido de carbono (CO₂) contribuye a mantener el pH del medio dentro del rango fisiológico (Pinyopummintr y Bavister 1995), siendo especialmente importante ya que variaciones como la exposición del medio al aire ambiental, la fuga de CO₂ en la incubadora o durante el transporte, y la apertura repetida de la incubadora, pueden alterar el pH y reducir la competencia de los ovocitos (Clark y Swain 2014, Barceló-Fimbres et al. 2015). Además, una temperatura elevada puede reducir el pH y favorecer el estrés oxidativo, interrumpiendo funciones celulares esenciales (Larkindale y Knight 2002).
Tensión de oxígeno durante la MIV. Diversos factores pueden potenciar la producción endógena de ROS en condiciones in vitro; entre ellos, el ambiente gaseoso del cultivo constituye un componente clave. Las condiciones atmosféricas convencionales contienen alrededor de un 20% de oxígeno, lo que excede notablemente las concentraciones fisiológicas del tracto reproductivo, estimadas entre el 3% y el 13% y reduce las tasas de logro de blastocistos respecto a cultivos in vitro realizados con 5% de oxígeno (Wrenzycki y Stinshoff 2013, Rosado-Pérez et al. 2019). Esta diferencia pone de manifiesto que los requerimientos de oxígeno varían según la etapa del proceso in vitro. No obstante, a diferencia de lo que ocurre en la etapa de cultivo in vitro de embriones, concentraciones de oxígeno del 20% parecen ser beneficiosas durante la maduración in vitro de los ovocitos (Pinyopummintr y Bavister 1995).
Madurar y fertilizar ovocitos bovinos in vitro bajo una tensión de oxígeno fisiológica (5%) mejoró significativamente las tasas de segmentación (89,3% vs. 82,5%) y formación de blastocistos (36,7% vs. 29,2%) en comparación con una tensión de oxígeno atmosférica (20%). Además, los blastocistos generados con bajo O₂ mostraron mayor tasa de eclosión (41,7% vs. 18,9%) y mayor número de células tras la criopreservación, lo que indica una mejor criotolerancia (Báez et al. 2021).
Implicancias de la exposición lumínica durante la MIV. Durante el desarrollo fisiológico, los ovocitos y embriones de mamíferos se encuentran protegidos de la exposición directa a la luz, lo que sugiere que no poseen mecanismos específicos para contrarrestar los efectos de la radiación electromagnética (Takenaka et al. 2007, Khodavirdilou et al. 2021). En contraste, durante los procedimientos de PIV, la exposición a la luz visible (400-700 nm) resulta inevitable como consecuencia de las manipulaciones necesarias, tales como la observación microscópica, la evaluación del desarrollo embrionario y la selección de ovocitos o embriones viables (Vernon et al. 2011).
Investigaciones previas han demostrado que la exposición lumínica actúa como un factor físico estresante capaz de inducir un desequilibrio entre sistemas prooxidantes y antioxidantes, promoviendo la generación ROS y daño oxidativo celular (Lin y Wang 2021, Khodavirdilou et al. 2021). En particular, se ha descrito que exposiciones superiores a cinco minutos pueden incrementar significativamente la producción de ROS, afectando la calidad ovocitaria y embrionaria (Goto et al. 1993). La toxicidad lumínica depende de múltiples variables, entre ellas la longitud de onda, la intensidad de la luz, la duración de la exposición y la etapa del desarrollo en la que se produce el estímulo (Khodavirdilou et al. 2021).
En relación con la longitud de onda, numerosos trabajos coinciden en que los efectos eliminadores de la luz aumentan a medida que disminuye la longitud de onda. La luz azul (aproximadamente 400-500 nm) ha sido consistentemente asociada con un incremento marcado en la producción de ROS, oxidación de biomoléculas, daño en el ADN y alteraciones en el desarrollo embrionario (Hockberger et al. 1999, Oh et al. 2007, Takenaka et al. 2007, Du Plessis et al. 2008). Por el contrario, la luz roja, con longitudes de onda más largas (≈550-730 nm), ha demostrado ser considerablemente menos perjudicial, mostrando efectos mínimos o nulos sobre la viabilidad y el desarrollo embrionario en distintas especies, incluidos bovinos (Takenaka et al. 2007, Bognar et al. 2019, Bodis et al. 2020).
La vulnerabilidad del ovocito frente a la exposición lumínica se explica, en gran medida, por su particular fisiología mitocondrial. Las mitocondrias constituyen las principales fuentes celulares de ROS y cumplen un rol central en el metabolismo energético del ovocito (Keane y Ealy 2024). El ADN mitocondrial es especialmente susceptible al daño oxidativo debido a su proximidad al sitio de generación de ROS. Esta susceptibilidad se ve acentuada en los ovocitos, que contienen una cantidad elevada de mitocondrias -superior a las 100.000- en comparación con las células somáticas, que presentan entre 1.000 y 2.500 mitocondrias (Malott et al. 2022). En este contexto, la exposición lumínica durante la MIV puede exacerbar el daño oxidativo mitocondrial y comprometer la competencia ovocitaria y el desarrollo embrionario posterior.
Si bien la exposición a la luz durante los procedimientos in vitro no puede eliminarse por completo, diversos estudios han demostrado que la implementación de estrategias de mitigación resulta eficaz para reducir sus efectos adversos. Entre ellas, se destaca el uso de filtros ópticos, particularmente filtros rojos, durante la observación microscópica, los cuales han mostrado minimizar la generación de ROS y preservar la calidad embrionaria (Takenaka et al. 2007). Asimismo, se ha evidenciado que la intensidad total de la luz y el tiempo de exposición desempeñan un rol más determinante que la longitud de onda de manera aislada, reforzando la necesidad de limitar la duración de las manipulaciones bajo iluminación directa (Khodavirdilou et al. 2021).
La exposición lumínica constituye un factor ambiental relevante durante el MIV. Por lo tanto, la optimización de las condiciones de iluminación, mediante la reducción del tiempo de exposición, el control de la intensidad lumínica y el uso de filtros adecuados, representan una estrategia clave para preservar la calidad ovocitaria y mejorar los resultados de la PIV.
Estrés oxidativo durante la MIV. Durante las funciones celulares normales, como resultado de reacciones metabólicas y enzimáticas, se generan ROS, moléculas caracterizadas por la presencia de electrones no apareados, entre las que se incluyen el anión superóxido (O₂⁻), el peróxido de hidrógeno (H₂O₂) y el radical hidroxilo (OH) (Guérin et al. 2001, Phaniendra et al. 2015). Además de su origen endógeno, las ROS también pueden generarse a partir de factores exógenos propios de los sistemas de PIV, como inadecuadas condiciones ambientales (Kumar et al. 2017, Haida y Hakiman 2019).
Estas especies presentan diferentes propiedades químicas y capacidades de difusión. Mientras que el OH ejerce su acción en un radio muy limitado alrededor de su sitio de formación, el O₂⁻ puede desplazarse a mayores distancias antes de interactuar con sus blancos celulares (Fridovich 1998). A través de estas interacciones, las ROS pueden modificar de manera oxidativa proteínas, receptores, fosfatasas, quinasas, canales iónicos y factores de transcripción, afectando múltiples vías de señalización celular (De Giusti et al. 2013, Zhao et al. 2019).
En condiciones fisiológicas, niveles controlados de ROS cumplen funciones celulares esenciales, participando en procesos como la adquisición de la competencia ovocitaria y el desarrollo embrionario temprano (Blondin et al. 1997, Combelles et al. 2009, Scialo et al. 2017). Sin embargo, cuando la producción de ROS excede la capacidad antioxidante del sistema, se establece un estado de estrés oxidativo.
El estrés oxidativo resulta del desequilibrio entre la generación de ROS y la eficacia de los mecanismos antioxidantes endógenos, lo que puede deberse tanto a una producción aumentada de radicales libres como a una disminución en la disponibilidad o actividad de antioxidantes celulares, incluyendo vitaminas B, C y E, selenio, glutatión (GSH), glutatión peroxidasa (GPX), superóxido dismutasa (SOD) y coenzima Q10 (Agarwal et al. 2014, Cagnone y Sirard 2016, Rosado-Pérez et al. 2019). Este desbalance favorece un círculo vicioso que amplifica la generación de ROS y agrava el daño celular (Fridovich 1998, Luberda 2005).
En el contexto de la MIV, el exceso de ROS puede inducir daños oxidativos en lípidos, proteínas y ácidos nucleicos, comprometiendo la integridad celular del ovocito y afectando negativamente su competencia de desarrollo, así como activar vías asociadas a disfunción mitocondrial y apoptosis (Guérin et al. 2001, Yang et al. 2018, Lin y Wang 2021).
En la última década, se ha propuesto que, además de los mecanismos clásicos de apoptosis y autofagia, el estrés oxidativo excesivo durante la MIV puede activar vías alternativas de muerte celular. Entre ellas, la ferroptosis ha emergido como un proceso relevante, caracterizado como un tipo de muerte celular dependiente de hierro y de ROS, claramente distinta de la necrosis, la autofagia y la apoptosis. Sus rasgos característicos incluyen la captación celular de hierro, la generación intracelular de ROS mediante la reacción de Fenton, el agotamiento de GSH y la inactivación del glutatión peroxidasa 4 (GPX4) (Dixon et al. 2012, Jiang et al. 2021, Liu et al. 2023).
Se define como antioxidante a toda sustancia que, presente en bajas concentraciones en relación con el sustrato oxidable, es capaz de retrasar o inhibir significativamente la oxidación de dicho sustrato (Guérin et al. 2001, Prasad et al. 2018).
Durante la MIV, la actividad antioxidante resulta esencial para proteger la viabilidad celular y favorecer la competencia ovocitaria (Lodde et al. 2021). El ovocito, por sí mismo, no cuenta con una maquinaria antioxidante suficientemente eficiente, por lo que depende en gran medida de las células del cumulus circundante. Estas células cumplen un rol fundamental al proporcionar metabolitos como GSH y melatonina, además de NADPH derivado del metabolismo de la glucosa, necesario para mantener el GSH reducido y funcional (El-Raey et al. 2011, Gutnisky et al. 2013, Lodde et al. 2021). Asimismo, expresan múltiples enzimas antioxidantes que contribuyen a neutralizar las ROS en el entorno inmediato del ovocito (Ali et al. 2003, Shaeib et al. 2016). Esta interacción es clave, ya que las células del cumulus también participan en la adquisición de la competencia del desarrollo durante la MIV (Gordon 2003, Lodde et al. 2021).
La suplementación del medio de maduración con antioxidantes ha demostrado ser una estrategia efectiva para mitigar los efectos del estrés oxidativo (Lodde et al. 2021). Uno de los primeros agentes estudiados es la cisteamina (compuesto tiólico), cuya inclusión en el medio de cultivo estimula la síntesis de GSH intracelular, un poderoso inhibidor de ROS (de Matos et al. 1995, Balasubramanian y Rho 2007, Biradar et al. 2025).
De manera similar, la suplementación con melatonina ha mostrado efectos beneficiosos, mejorando tanto la maduración nuclear como la citoplasmática, evidenciada por la extrusión 1° CP, una distribución normal de gránulos corticales y mitocondrias, y un mayor potencial de membrana mitocondrial. Además, se observó una reducción significativa en los niveles de ROS intracelulares, un aumento en la producción de GSH y una disminución en la tasa de apoptosis temprana (Pang et al. 2018). Sin embargo, se ha demostrado que concentraciones elevadas de melatonina pueden interferir con la progresión meiótica. En particular, la suplementación con dosis altas (100 μM) durante la MIV redujo significativamente la tasa de maduración ovocitaria y aumentó la proporción de ovocitos detenidos en metafase I, en comparación con concentraciones bajas (0,01-1 μM), sin evidenciar efectos citotóxicos directos (Farahavar y Shahne 2010).
Posteriormente, Gutiérrez-Añez et al. (2021) evaluaron el efecto de la melatonina durante la MIV en ovocitos bovinos de donantes prepúberes y adultas. Observaron que la suplementación con melatonina aumentó significativamente la tasa de blastocistos tanto en vacas adultas (24,8% vs. 16,0%) como en donantes prepúberes (23,1% vs. 11,1%). Además, mejoró la calidad embrionaria al incrementar el número total de células, el macizo celular interno (ICM) y la relación ICM:TE (trofoectodermo). En los ovocitos prepúberes, la melatonina permitió alcanzar valores comparables a los obtenidos en donantes adultas. En conjunto, este estudio evidencia que la melatonina potencia la competencia ovocitaria y la calidad embrionaria en ambas categorías etarias.
Más recientemente, Biradar et al. (2025) compararon el efecto de melatonina y cisteamina sobre la MIV. La suplementación con melatonina (10−9 mol L-1) resultó en mayores tasas de ovocitos en MII, segmentación y formación de blastocistos en comparación con cisteamina (50 µM) y con el grupo control. Estos hallazgos sugieren que, mientras la cisteamina favorece principalmente la maduración citoplasmática al incrementar los niveles de GSH, la melatonina ejerce un efecto más amplio al mejorar tanto la maduración citoplasmática como nuclear, potenciando así la competencia de desarrollo embrionario.
La L-cisteína es un aminoácido azufrado reconocido por su capacidad para estimular la síntesis de GSH, proteger contra ROS y contribuir al mantenimiento del equilibrio redox celular (Nabenishi et al. 2012). Dado que el GSH extracelular no puede atravesar la membrana del ovocito, su acumulación intracelular depende de la habilidad de las células del cumulus para captar tioles y sintetizar GSH (Li et al. 2018). En este contexto, Elgebaly et al. (2022) demostraron que la suplementación del medio de MIV con 0,8 mM de L-cisteína incrementó la proporción de ovocitos en metafase II, mejoró la expansión y comunicación de los COCs, y elevó la expresión de factores clave en la maduración ovocitaria.
Entre los compuestos naturales con potencial antioxidante evaluados recientemente, se encuentra la epigalocatequina (EGCG). A una concentración de 10 μM, su presencia en el medio de maduración aumentó significativamente las tasas de maduración y fertilización in vitro de ovocitos bovinos, mostrando mejores resultados que el alfa tocoferol solo o en combinación (Singh et al. 2019).
Otros antioxidantes como la quercetina, la vitamina C y el resveratrol también han demostrado su eficacia al reducir los niveles intracelulares de ROS en ovocitos madurados in vitro (Sovernigo et al. 2017).
Por otra parte, en situaciones que simulan condiciones de estrés metabólico como el balance energético negativo en vacas lecheras de alta producción, se ha observado que la suplementación con ácido alfa-linolénico (ALA, un omega-3) durante la MIV protege la viabilidad de los ovocitos expuestos a ambientes lipotóxicos, especialmente al preservar la integridad de las células del cumulus (Marei et al. 2017).
En ovocitos bovinos, los desequilibrios redox pueden inducir ferroptosis, afectando directamente la MIV (Dixon et al. 2012, Jiang et al. 2021). En este contexto, el ácido fólico (AF) ha sido evaluado como antioxidante durante la MIV, principalmente por su capacidad para restablecer el equilibrio redox y reducir la acumulación de ROS. Su papel en procesos epigenéticos lo posiciona como un factor clave para mejorar tanto la competencia ovocitaria como el desarrollo embrionario (Baghshahi et al. 2021, Verruma et al. 2021, Yang et al. 2024).
Verruma et al. (2021) evaluaron la suplementación con 0, 10, 30 y 100 μM de AF durante la MIV de ovocitos de distinto grado de calidad. Encontraron que 30 μM mejoró la producción embrionaria en ovocitos de menor calidad (GIII), mientras que 100 μM redujo la producción en ovocitos de alta calidad (GI). Baghshahi et al. (2021) estudiaron los efectos de añadir 100 ng mL-1 de AF disminuyó significativamente los niveles intracelulares de ROS y mejoró las tasas de fertilización, además de inducir cambios en la expresión de genes de metilación del ADN (Dnmt1, Dnmt3a y Dnmt3b).
Más recientemente, Yang et al. (2024) reportaron que 50 μM incrementó la maduración ovocitaria en un 8,95%, la tasa de segmentación en 6,94% y la formación de blastocistos en 4,36% respecto al grupo control. Además, demostraron que este efecto estuvo mediado por la inhibición de la ferroptosis: el AF redujo la acumulación intracelular de Fe²⁺ y ROS, al tiempo que aumentó los niveles de GSH.
El AF mejora la competencia ovocitaria y el desarrollo embrionario de forma dosis-dependiente, integrando efectos antioxidantes y epigenéticos mediados por la vía de la ferroptosis.
La maduración in vitro es un punto crítico dentro del sistema de producción in vitro de embriones, ya que pequeñas variaciones en las condiciones de cultivo pueden comprometer significativamente la competencia ovocitaria y el desarrollo embrionario posterior. Factores inherentes a la manipulación in vitro, como el tiempo de maduración, la temperatura, el pH y la exposición a la luz, pueden inducir un desequilibrio redox caracterizado por un aumento en la producción endógena de especies reactivas del oxígeno. Si bien, como se evidenció anteriormente, pequeñas cantidades de ROS son necesarias para funciones celulares esenciales, su exceso puede provocar serios daños oxidativos en estructuras intracelulares hasta activación de las vías de muerte celular. En este contexto, diversas estrategias basadas en la suplementación antioxidante de los medios de maduración han sido evaluadas, mostrando resultados dependientes del tipo de compuesto, la dosis empleada y las condiciones específicas del sistema de cultivo. Frente a esta circunstancia, el desafío futuro de cada laboratorio será llevar un riguroso control e identificar los puntos críticos a fin de reducir al mínimo la exposición de las gametas a factores estresantes e identificar la estrategia antioxidante que mejor se adapte a sus condiciones.
Contribución de los autores. RMSI: conceptualización, metodología, curación de datos, análisis formal, visualización, redacción y redacción-revisión. NKLM: curación de datos, análisis formal y redacción-revisión. YEJ: curación de datos, análisis formal y redacción-revisión. DFA: análisis formal, validación y redacción-revisión. CA: conceptualización, metodología, supervisión y redacción-revisión. YRAE: conceptualización, metodología, supervisión y redacción-revisión.
Declaración de conflictos de intereses. Los autores declaran no tener conflictos de intereses financieros ni relaciones personales conocidas que pudieran haber influido en el trabajo presentado en este artículo.