Cito y genotoxicidad en eritrocitos de tortugas Trachemys sp sometidas a diferentes concentraciones de metil-mercurio

Autores/as

  • G. D. Plazas Fac.Cs.Salud
  • C. A. Velandia Fac.Cs.Salud
  • V. Rey Fac.Cs.Salud
  • M. P. Rodríguez Dpto.C.Biol.Amb
  • J. A. Hernández Dpto.C.Biol.Amb

DOI:

https://doi.org/10.30972/vet.3315876

Palabras clave:

Tortuga, eritrocitos, metil mercurio, dosis letal 50, estabilidad genética, metil-mercurio

Resumen

El metil mercurio (MeHg) es un contaminante ambiental tóxico y nocivo que se bioacumula y biomagnifica en la cadena trófica. La tortuga Trachemys scripta elegans (Tse), considerada centinela de contaminación ambiental debido a su longevidad, posee eritrocitos (RBCs) nucleados con afinidad del 90% por MeHg. Este estudio determinó la citotoxicidad y genotoxicidad in vitro del MeHg sobre RBCs de Tse a concentraciones de 0, 0,5, 0,7, 1, 10, 20, 50 y 100 mg/L-1 a las 24 y 96 h de exposición. Los RBCs se aislaron por centrifugación y se emplearon 1,69 x 106 RBCs por tratamiento. Se determinó el porcentaje de viabilidad, concentración letal media (CL50) y se verificaron cambios citológicos a las 24 y 96 h. El ADN fue extraído a las 96 h y se evaluó la genotoxicidad por marcadores RAPDs calculando el porcentaje de polimorfismo, índice de estabilidad genética (GST) y coeficiente de disimilaridad de Jaccard (dJSC). A las 96 h la viabilidad a 0,5, 0,7 y 1 mgL-1 de MeHg fue del 99% y 10, 20, 50 y 100 mgL-1 de MeHg fue de 94%, 20% y 0%. La CL50 determinada en 22,55 mgL-1 de MeHg. El análisis celular mostró en las diferentes concentraciones de MeHg, inclusiones citoplasmáticas, desvanecimiento o ruptura de membrana, núcleos excéntricos y lisis celular. El polimorfismo identificado fue del 85% y 50% y dJSC de 0,5 y 0,63 en 50 a 100 mgL-1 de MeHg comparado con el grupo control. La GST disminuyó hasta 42% a 100 mgL-1 de MeHg. Se concluye que el MeHg es citotóxico y genotóxico a concentraciones mayores de 10 mgL-1 en RBCs de Tse. Este estudio representa una línea base para estudios en toxicología por Hg en RBCs de Tse.


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Citas

Agencia Nacional de Minería. 2020. Producción de oro en el segundo trimestre de 2020, Bogotá DC, Colombia.

Agencia para Sustancias Tóxicas (y Registro de Enfermedades, ATSDR). 2020. Resumen Salud Pública, Estados Unidos. https://www.atsdr.cdc.gov/es/phs/esphs.

Ancora R, Rossi P, Disimplicio S. 2002. In vitro study of methyl mercury in blood of bottlenose dolphins (T. trunca- tus). Arch Envir Contam & Toxicol 42: 3, 348-353.

Atienzar F, Jha A. 2020. The randomized amplified poly- morphic DNA assay and related techniques applied to genotoxicity and carcinogenesis studies: a critical review. Mutation Research/Reviews in Mutation Research 613: 2-3, 76-102.

Basile F et al. 2011. The bodies of inclusion in erythro- cytes the Boba turtle is associated with unstable hemo- globin and resemble the human Heinz bodies. Journal of Experim Zool 315a: 7, 416-423.

Becerril MC. 2002. Incidencia de los contaminantes ambientales genotóxicos en células de trucha arcoiris. Universidad Complutense de Madrid 42: 3, 348-353.

Becker P. 2020. Egg mercury levels decline with laying sequence in Charadriiformes. Bull Environ Contam Toxicol 48: 5, 762-767.

Bergeron C, Husak J, Unrine J, Romanek C, Hopkins

W. 2018. Influence of feeding ecology on blood mercury concentrations in four species of turtles. Environmental and Chemical Toxicology 26: 8: 1733-1741.

Berntsen M, Aatland A, Handy R. 2003. Chronic expo- sure to mercury in the diet causes oxidative stress, brain injuries and altered behavior in Atlantic salmon (Salmon salarparr). Aquatic Toxicology Internet Journal 65; 1, 5572.

Betancourt N, Martínez G, Medina G, Oliván L. 2008. Daño genotóxico y citotóxico producido por mercurio sobre células sanguíneas de Cyprinus carpio. Ameqa & Se- tac p. 1-7.

Burger J. 1994. Heavy metals in avian eggshells: another excretion method. J Toxicol Environ Health 41: 2, 207-220.

Castoldi A, Coccini T, Ceccatelli S, Manzo L. 2018. Neurotoxicity and molecular effects of methylmercury. Brain ResearBull [Internet Journal] 55: 2, 197-203.

Cenkci S, Yldz M, Cigerci H, Konuk M, Bozdag A. 2009. Toxic chemicals induced genotoxicity detected by random amplified polymorphic DNA (RAPD) in bean (Phaseolus vulgaris L.) seedlings. Chemosphere Intern Magaz 76: 7, 900-906.

Damsgaard C, Storz J, Hoffmann F, Phage A. 2013. Dif- ferentiation of hemoglobin isoforms and allosteric regulation of oxygen binding in the tortoise, Trachemys scripta. Am JPhysiolRegulat Integr & Comp Physiol 305: 8, R961- R967.

Day R, Segars A, Arendt M, Lee A, Peden M. 2007. Ratio of blood mercury levels to health parameters in the loggerhead turtle (Caretta caretta). Environm Health Per- spect Internet Journal 115: 10, 1421-1428.

Dewolf H. 2004. The use of RAPD in ecotoxicology. In- vestig of mutat revis [Internet Journal] 566: 3, 249-262.

Díaz F. 2015. Mercurio en la minería del oro: impacto en las fuentes hídricas destinadas para consumo humano. Rev SaludPúbl 16: 6, 947-957.

Doi R, Tagawa M. 1983. A study on the biochemical and biological behavior of methyl mercury. Toxicology and AppliedPharmacology 69: 3, 407-416.

Gaona X. 2004. El mercurio como contaminante global: desarrollo de metodologías para su determinación en suelos contaminados y estrategias para la reducción de su liberación al medio ambiente. Univ Autón de Barcelona, Dept. Química, Barcelona, España p. 10-25.

González Y, Albear E, Garrido N, Sánchez D, Pérez G. 2012. Aplicación de un bioensayo ecotoxicológico en la evaluación de una mezcla compleja ambiental. Hig Sanid Ambient 12: 1, 839-845.

Guisande C et al. 2015. Factor R: Rwizard application for identifying the most like causal factors in controlling species richness. diversity. Intern Journ 7: 385-396.

Imura N, Miura K, Inokawa M, Nakada S. 1980. Mech- anism of methyl mercury cytotoxicity: by biochemical and morphological experiments using cultured cell. Toxicology 17: 2, 241-254.

Karouna N, White C, Perkins C, Schmerfeld J, Yates D.

Assessment of mitochondrial DNA damage in little brown bats (Myotis lucifugus) collected near a mercury- contaminated river. Ecotoxicology 23: 8, 1479-1489.

Lee K, Kerr L, Cohen W. 2007. Molecular organization and in vivo function of amphibian erythrocyte cytoskel- eton. Cell Motil & Cytoskelet 64: 8, 621-628.

Lewis S, Furness R. 1993. The role of eggs in mercury excretion by quail Coturnix coturnix and the implications for monitoring mercury pollution by analysis of feathers. Ecotoxicology 2: 1, 55-64.

Luna M, Soto E. 2016. Consideraciones ambientales por el uso de mercurio en minería aurífera en el municipio de El Bagre, Antioquia: estrategias de producción limpia. Univ de Córdoba, Montería, Colombia, p. 14-17.

Min Energías U. Córdoba. 2014. Estudio de la cadena del mercurio en Colombia con énfasis en la actividad minería de oro. Tomo 3, Capitulo 6, p. 56-69.

Morcillo P, Meseguer J, Esteban M, Cuesta A. 2016. In vitro effects of metals on isolated head-kidney and blood leucocytes of teleost fish Sparus aurata and Dicentrar chuslabrax. Fish & Shellfish Immunology 54: 77-85.

Ozlem S. 2017. In vitro cytotoxicity and cell viability as- says: principles, advantages and disadvantages. Intech Open ChapterI [Book] DOI: 10.5772.

Petersen A et al. 2018. Haemoglobin polymerization by forming disulfide bonds in the hypoxia-tolerant trachemys scripta tortoise: implications for antioxidant defense and O2 transport. American Journal of Physiology-Regulato- ry 314: 1, R84-R93.

Rocco L, Valentino I, Scapigliati G, Stingo V. 2013. RAPD-PCR analysis for molecular characterization and genotoxic studies of a new cell line of marine fish derived from Dicentrarchus labrax. Cytotechnology 66: 3, 383393.

Rojas S et al. 2000. Protocolo para el manejo y disposición de tortugas icoteas (Trachemys scripta) en el centro de recepción y rehabilitación de fauna silvestre de Engati- va, Bogotá, Colombia, p. 2-26.

Sánchez S. 2005. Distribución de bacterias sulfato reduc- toras y metil mercurio en sedimentos de lagunas de inundación del río Beni, Amazonía Boliviana. Univ. Mayor de San Andrés, La Paz, Bolivia, p.12, 48.

Sarkar T, Vijay K, Reddy P. 2010. Effect of nickel on regeneration in Jatropha curcas L. and assessment of genotoxicity using RAPD markers. BioMetals [Internet Journal] 23: 1149-1158.

Stardler T. 1999. Bioensayos de laboratorio para la evaluación ecotoxicológica de productos fitosanitarios. Rev Soc EntomolArgent 58: 1-2, 249-254.

Tanaka R, Nakai K. 1977. Hemolysis and morphological changes in rat erythrocytes with mercurials. The Japanese Journal of Pharmacology 27: 3, 413-419.

Valencia B, Zapata L, Bock B, Páez V, Palacio J. 2014. Niveles de mercurio en huevos, embriones y neonatos de Trachemys callirostris (Testudines, Emydidae). Acta Biológica Colombiana 10: 3, 499.

Vargas S, Negrete J. 2019. Mercurio, metil-mercurio y otros metales en peces de Colombia: riesgo por ingesta. Acta Biológica Colombiana 24: 2, 232.

Vogel D, Margolis R, Mottet N. 1985. The effects of methyl mercury binding to microtubules. Toxicology and Applied Pharmacology 80: 3, 473-486.

Wolfe M, Schwarzbach S, Sulaiman R. 1998. Effects of mercury on wildlife: a comprehensive review. Environ- mental Toxicology and Chemistry 17: 2, 146.

White J, Rothstein A. 2018. The interaction of methyl mercury with erythrocytes. Toxicology and Applied Phar- macology 26: 3, 370-384.

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Publicado

2022-04-22

Cómo citar

Plazas, G. D., Velandia, C. A., Rey, V., Rodríguez, M. P., & Hernández, J. A. (2022). Cito y genotoxicidad en eritrocitos de tortugas Trachemys sp sometidas a diferentes concentraciones de metil-mercurio. Revista Veterinaria, 33(1), 32–40. https://doi.org/10.30972/vet.3315876

Número

Sección

Trabajos de Investigación