Encabezado de página

Detección de leishmania en tejido medular de murciélagos y roedores de zona endémica a leishmaniasis canina en Corrientes, Argentina

R. M. Ruiz, E. A. Alegre, G. V. Ramirez
Idioma: en

Resumen

La problemática de la leishmaniasis en América radica en sus complejos y variantes aspectos epidemiológicos de presentación. Si bien en la ciudad de Corrientes, los caninos domésticos representan el principal reservorio urbano, no se conoce la participación de otros mamíferos en el ciclo de transmisión urbana, sin embargo ya fue propuesta para otras especies animales en distintas áreas urbanas a nivel mundial. En base a trabajos previos y conocimiento sobre la alta población de roedores y murciélagos que habitan en esta ciudad, en estrecho contacto con el hombre, nos planteamos como objetivo general conocer la posible participación de estas especies animales en la cadena epidemiológica, detectando si existe una infección natural activa, su prevalencia e identificación de especies circulantes, aplicando técnicas de detección por biología molecular. Se trabajó con muestras de médula ósea, por ser un tejido con el principal patrón de distribución de Leishmania visceral. Se realizaron capturas de ambas especies animales en coincidencia con zonas identificadas con alta prevalencia de leishmaniasis canina. De 90 capturas se obtuvieron 82 muestras (50 murciélagos y 32 roedores), las que fueron sometidas a una Nested PCR genérica para Leishmania sp. Aquéllas que resultaron detectables fueron sometidas a dos PCR simples, específicas para identificar especies de Leihmania (V) braziliensis y L. (L) chagasi. Como resultado se obtuvo una alta prevalencia (21,8%) en muestras de roedores con la probabilidad de asumir el papel de reservorios, mientras que para los murciélagos, si bien se detectó la infección natural, la prevalencia hallada de 10% no fue suficiente para considerar a esta especie como posible reservorio, pero sí posibles huéspedes putativos en situaciones eco-epidemiológicas especiales o diseminadores de la parasitosis.

Palabras clave

murciélagos; ratas; Leishmania sp; medula ósea; PCR

Referencias

Bárquez, RM, Díaz MM. 2020. Nueva Guía de Murciélagos de Argentina, publicación especial N°3 PCMA, Tucumán, Argentina, 186 p.

Barral A et al. 1986. Isolation of Leishmania Mexicana

Amazonensis from the bone marrow in a case of american visceral leishmaniasis. The Am J Trop Med and Hygien 35: 732-734.

Berzunza CM et al. 2015. Leishmania mexicana infected bats in Mexico: Novel potential reservoirs. PLoSNegl Trop Dis 9: 1-15.

Bodini ME et al. 2007. An investigation of Leishmania sp in Didelphis sp from urban and peri-urban areas in Bauru (São Paulo, Brazil). Vet Parasit 150: 4, 283-290.

Costa DN, Codeço CT, Silva MA, Werneck GL. 2013. El sacrificio de perros en escenarios de control imperfecto: impacto realista en la prevalencia de la leishmaniasis visceral canina. PLoS Negl Trop Dis 7: 8, e2355.

Dacosta MS et al. 2009. Identification of Leishmania sp isolated in human cases in Mato Grosso do Sul, by means of the polymerase chain reaction. Rev Soc Bras Med Trop 42: 3, 303-308.

Dawit G, Girma Z, Simenew K. 2013. A review on biology: epidemiology and public health significance of Leishmaniasis.

J Bact Parasit 4: 2.

Delima H, Guglielmo Z, Rodríguez A, Convit J, Rodriguez N. 2002. Cotton rats (Sigmodon hispidus) and black rats (Rattus Rattus) as possible reservoirs of Leishmania sp in Lara (Venezuela). Mem Inst Oswaldo Cruz 97: 169-174.

Ezquerra JP. 2001. Las leishmaniasis: de la biología al control. Laboratorios Intervet SA, Salamanca, España, 200 p.

Feng AI, Chelsea GH. 2013. The secret life of the city rat: a review of the ecology of urban norway and black rats (Rattus norvegicus and Rattus rattus). Yrbans Ecosystems 17: 149-162.

Gómez HC et al. 2017. Leishmania infection in bats from a non-endemic region of Leishmaniasis in Brazil. Parasitology 144: 14, 1980-1986.

Gould IT et al. 2013. Leishmaniasis visceral en la Argentina.

Notificación y situación vectorial (2006-2012). Medicina (Buenos Aires) 73: 104-110.

Krayter L et al. 2014. Multilocus microsatellite typing reveals a genetic relationship but also genetic differences between Indian strains of Leishmania tropica causing cutaneous leishmaniasis and those causing visceral leishmaniasis. Parasites Vectors 7: 123.

Marchesin SR, Beguelini MR, Faria KC. 2008. Assessing genetic variability in bat species of Emballonuridae, Phyllostomidae, Vespertilionidae and Molossidae families (Chiroptera) by RFLP-PCR. Genet Mol Res 7: 1164-1178.

Medkour H et al. 2019. Potential animal reservoirs (dogs and bats) of human visceral leishmaniasis due to Leishmania infantum in French Guiana. PLoS Negl Trop Dis 13: 6, e0007456.

Montalvo CA, Fraga J, Lianet MC, García M, Fonseca L. 2012. Revisión diagnóstica de la leishmaniasis: observación microscópica del parásito a la detección del ADNLeishmaniasis. Rev Cubana Med Trop 64: 2, 108-131.

Oliveira FS, Pirmez C, Piresa MQ, Brazil RP, Pacheco, RS. 2005. PCR-based diagnosis for detection of Leishmania in skin and blood of rodents from an endemic area of cutaneous and visceral leishmaniasis in Brazil. Vet Parasit 129: 219-227.

OPS/OMS/PRY. 2018. Manual de diagnóstico y tratamiento

de Leishmaniasis. Centro de Inform & Conocim Minist Salud Pública y Bienestar Social, 92 p.

Parhizkari M, Motazedian M, Asqari Q, Mehrabani D. 2011. The PCR-based detection of Leishmania major in Mus musculus and other rodents caught in southern Iran: a guide to sample selection. Ann Trop Med Parasit 105: 4, 319-323.

Pennisi MG. 2015. Leishmaniosis de animales de compañía

en Europa: una actualización. Vet Parasitol 208: 1-2, 35-47.

Psaroulaki AM et al. 2010. Rats as indicators of the presence

and dispersal of six zoonotic microbial agents in Cyprus, an island ecosystem: a seroepidemiological study. Trans R Soc Trop Med Hyg 104: 11, 733-739.

Quinnell RJ, Courtenay O. 2009. Transmisión, reservorios y control de leishmaniasis visceral zoonótica. Parasitología 136: 14, 1915-1934.

Reithinger R, Dujardin JC. 2007. Molecular diagnosis of leishmaniasis current status and future applications. J Clin Microbiol 45: 21-25.

Roque AL, Cupolillo E, Marchevsky RS, Jansen AM. 2010. Thrichomys laurentius (Rodentia; Echimyidae) as a putative reservoir of Leishmania infantum and L. braziliensis: patterns of experimental infection. PLoS Negl Trop Dis 4 : e589.

Savani ES et al. 2010. Detection of Leishmania amazonensis

and Leishmania infantum chagasi in Brazilian bats. Vet Parasit 168: 5-10.

Shapiro JT et al. 2013. First record of Leishmania braziliensis

presence detected in bats, Mato Grosso do Sul, southwest Brazil. Acta Tropica 128: 171-174.

Svobodova M, Votýpka J, Nicolas L, Volf P. 2003. Leishmania

tropica in the black rat (Rattus rattus): persistence and transmission from asymptomatic host to sand fly vector Phlebotomus sergenti. Microbes & infection 5: 361-364.

Tavares TP et al. 2012. Natural infection of Leishmania (Viannia) braziliensis in Mus musculus captures in Mato Grosso, Brazil. Short comunications. Vector-Borne & Zoon Dis. Vol. 12: 1.

Uliana SR, Nelson K, Beberley SM, Camargo EP, Floeter LM. 1994. Discrimination amongs Leishmania by polymerase chain reaction and hibridization with small subunit ribosomal DNA derived oligonucleotides. J Euk. Microb 41: 4, 324.

Walker JA et al. 2004. Cuantitative PCR for ADN identification

base dan genome-specific interspersed repetitive elements. Genomics 83: 3, 518-527.



DOI: http://dx.doi.org/10.30972/vet.3215630